³¹P MR spektroskopie varlat a imunohistochemická analýza spermií transgenních kanců nesoucích N‑terminální část lidského mutovaného huntingtinu

English version

Autoři: M. Jozefovicova ^1,2; V. Herynek ¹; F. Jiru ¹; M. Dezortová ¹; J. Juhásová ³; S. Juhas ³; J. Klíma ³; B. Bohuslavova ³; J. Motlik ³; M. Hájek ¹
Působiště autorů: MR Unit, Department of Diagnostic and Interventional Radiology, Institute for Clinical and Experimental Medicine, Prague, Czech Republic ¹; Department of NMR Spectroscopy and Mass Spectroscopy, Faculty of Chemical and Food Technology, Slovak University of Technology, Bratislava, Slovak Republic ²; Institute of Animal Physiology and Genetics, AS CR, v. v. i., Libechov, Czech Republic ³
Vyšlo v časopise: Cesk Slov Neurol N 2015; 78/111(Supplementum 2): 28-33
doi: https://doi.org/10.14735/amcsnn20152S28

Souhrn

Huntingtonova nemoc (HN) je autozomálně dominantně dědičné neurodegenerativní onemocnění charakterizované motorickým deficitem, poruchami chování a kognitivních funkcí. Postihuje především mozek, přičemž změny související s HN byly nalezeny rovněž i v periferních tkáních. Některé z nich mohou být způsobeny přímou expresí mutovaného huntingtinu, jehož nejvyšší koncentrace byly nalezeny v mozku a varlatech pacientů s HN. V roce 2009 jsme vytvořili miniprasečí model HN (TgHD) exprimující N‑terminální (548aa) část lidského mutovaného huntingtinu kódujícího 124 CAG/ CAA repetic. Na základě předchozích experimentů byla u TgHD kanců od 13. měsíce věku zjištěna zhoršená schopnost reprodukce a snížený počet spermií v ejakulátu. Cílem této studie bylo prokázat změny ve varlatech 24 měsíčních transgenních kanců (F2 generace in vivo) pomocí neinvazivní metody ³¹P magnetické rezonanční spektroskopie a provést imunohistochemickou analýzu TgHD spermií odebraných z F1 a F3 generace před projevením se klinických příznaků HN. Na základě vyšetření magnetickou rezonancí bylo zjištěno signifikantní snížení relativní koncentrace fosfodiesterů v testikulárním parenchymu TgHD kanců v porovnání s netransgenními jedinci (WT) stejné věkové kategorie. Rovněž imunohistochemická analýza spermií odebraných z TgHD a WT kanců odhalila výrazné anti‑polyQ specifické (klon 3B5H10) stejně tak i signifikantně zvýšené anti‑huntingtin (klon EPR5526) barvení v bičících transgenních spermiích v porovnání s netransgenními spermiemi. Na základě našich výsledků lze usuzovat, že lidský mutovaný huntingtin má negativní vliv na metabolizmus varlat a způsobuje zvýšený výskyt abnormalit spermií.

Klíčová slova:
Huntingtonova nemoc – varlata – spermie – miniprase – magnetická rezonanční spektroskopie

Autoři deklarují, že v souvislosti s předmětem studie nemají žádné komerční zájmy.

Redakční rada potvrzuje, že rukopis práce splnil ICMJE kritéria pro publikace zasílané do biomedicínských časopisů.

Zdroje

1. van den Bogaard SJ, Dumas EM, Teeuwisse WM, Kan HE, Webb A, Roos RA et al. Exploratory 7-Tesla magnetic resonance spectroscopy in Huntington‘s disease provides in vivo evidence for impaired energy metabolism. J Neurol 2011; 258(12): 2230– 2239. doi: 10.1007/ s00415‑ 011‑ 6099‑ 5.

2. van Oostrom JC, Sijens PE, Roos RA, Leenders KL. 1H magnetic resonance spectroscopy in preclinical Huntington‘s disease. Brain Res 2007; 1168: 67– 71.

3. Bano D, Zanetti F, Mende Y, Nicotera P. Neurodegenerative processes in Huntington‘s disease. Cell Death Dis 2011; 2: e228. doi: 10.1038/ cddis.2011.112.

4. van der Burg JM, Bjorkqvist M, Brundin P. Beyond the brain: widespread pathology in Huntington‘s disease. Lancet Neurol 2009; 8(8): 765– 774. doi: 10.1016/ S1474‑ 4422(09)70178‑ 4.

5. Sathasivam K, Hobbs C, Turmaine M, Mangiarini L, Mahal A, Bertaux F et al. Formation of polyglutamine inclusions in non‑CNS tissue. Hum Mol Genet 1999; 8(5): 813– 822.

6. Dragatsis I, Levine MS, Zeitlin S. Inactivation of Hdh in the brain and testis results in progressive neurodegeneration and sterility in mice. Nat Genet 2000; 26(3): 300– 306.

7. Guo J, Zhu P, Wu C, Yu L, Zhao S, Gu X. In silico analysis indicates a similar gene expression pattern between human brain and testis. Cytogenetic Genome Res 2003; 103(1– 2): 58– 62.

8. Van Raamsdonk JM, Murphy Z, Selva DM, Hamidizadeh R, Pearson J, Petersen A et al. Testicular degeneration in Huntington‘s disease. Neurobiol Dis 2007; 26(3): 512– 520.

9. Papalexi E, Persson A, Bjorkqvist M, Petersen A, Woodman B, Bates GP et al. Reduction of GnRH and infertility in the R6/ 2 mouse model of Huntington‘s disease. Eur J Neurosci 2005; 22(6): 1541– 1546.

10. Baxa M, Hruska‑ Plochan M, Juhas S, Vodicka P, Pavlok A,Juhasova J et al. A transgenic minipig model of Huntington‘s disease. J Huntingtons Dis 2013; 2(1): 47– 68. doi: 10.3233/ JHD‑ 130001.

11. Macakova M, Hansikova H, Antonin P, Hajkova Z, Sadkova J, Juhas S et al. Reproductive parameters and mitochondrial function in spermatozoa of F1 and F2 minipig boars transgenic for N‑terminal part of the human mutated huntingtin. J Neurol Neurosurg Psychiatry 2012; 83: A16– A16.

12. del Toro D, Alberch J, Lazaro‑Dieguez F, Martin‑Ibanez R, Xifro X, Egea G et al. Mutant huntingtin impairs post‑Golgi trafficking to lysosomes by delocalizing optineurin/ Rab8 complex from the Golgi apparatus. Mol Biol Cell 2009; 20(5): 1478– 1492.

13. Oliveira JM, Jekabsons MB, Chen S, Lin A, Rego AC, Goncalves J et al. Mitochondrial dysfunction in Huntington‘s disease: the bioenergetics of isolated and in situ mitochondria from transgenic mice. J Neurochem 2007; 101(1): 241– 249.

14. Enokido Y, Tamura T, Ito H, Arumughan A, Komuro A,Shiwaku H et al. Mutant huntingtin impairs Ku70- mediated DNA repair. J Cell Biol 2010; 189(3): 425– 443. doi: 10.1083/ jcb.200905138.

15. Jeon GS, Kim KY, Hwang YJ, Jung MK, An S, Ouchi M et al. Deregulation of BRCA1 leads to impaired spatiotemporal dynamics of gamma‑ H2AX and DNA damage responses in Huntington‘s disease. Mol Neurobiol 2012; 45(3): 550– 563. doi: 10.1007/ s12035‑ 012‑ 8274‑ 9.

16. Chiu FL, Lin JT, Chuang CY, Chien T, Chen CM, Chen KH et al. Elucidating the role of the A2A adenosine receptor in neurodegeneration using neurons derived from Huntington‘s disease iPSCs. Hum Mol Genet 2015; pii: ddv318.

17. Keryer G, Pineda JR, Liot G, Kim J, Dietrich P, Benstaali C et al. Ciliogenesis is regulated by a huntingtin‑HAP1- PCM1 pathway and is altered in Huntington‘s disease. J Clin Invest 2011; 121(11): 4372– 4382. doi: 10.1172/ JCI57552.

18. Kaliszewski M, Knott AB, Bossy‑ Wetzel E. Primary cilia and autophagic dysfunction in Huntington‘s disease. Cell Death Differ 2015; 22(9): 1413– 1424. doi: 10.1038/ cdd.2015.80.

19. Haremaki T, Deglincerti A, Brivanlou AH. Huntingtin is required for ciliogenesis and neurogenesis during early Xenopus development. Dev Biol 2015; pii: S0012- 1606(15)30057- 9. doi: 10.1016/ j.ydbio.2015.07.013.

20. Bogner W, Chmelik M, Schmid AI, Moser E, Trattnig S, Gruber S. Assessment of (31)P relaxation times in the human calf muscle: a comparison between 3 T and 7 T in vivo. Magn Reson Med 2009; 62(3): 574– 582. doi: 10.1002/ mrm.22057.

21. Novak J, Wilson M, Macpherson L, Arvanitis TN, Davies NP, Peet AC. Clinical protocols for 31P MRS of the brain and their use in evaluating optic pathway gliomas in children. Eur J Radiol 2014; 83(2): e106– e112. doi: 10.1016/ j.ejrad.2013.11.009.

22. Schmid AI, Chmelik M, Szendroedi J, Krssak M, Brehm A,Moser E et al. Quantitative ATP synthesis in human liver measured by localized 31P spectroscopy using the magnetization transfer experiment. NMR Biomed 2008; 21(5): 437– 443.

23. van der Grond J, Laven JS, Lock MT, te Velde ER, Mali WP. 31P magnetic resonance spectroscopy for diagnosing abnormal testicular function. Fertil Steril 1991; 56(6): 1136– 1142.

24. van der Grond J, Laven JS, te Velde ER, Mali WP. Abnormal testicular function: potential of P‑ 31 MR spectroscopy in diagnosis. Radiology 1991; 179(2): 433– 436.

25. van der Grond J, Laven JS, van Echteld CJ, Dijkstra G, Grootegoed JA, de Rooij DG et al. The progression of spermatogenesis in the developing rat testis followed by 31P MR spectroscopy. Magn Reson Med 1992; 23(2): 264– 274.

26. Srinivas M, Degaonkar M, Chandrasekharam VV, Gupta DK, Hemal AK, Shariff A et al. Potential of MRI and 31P MRS in the evaluation of experimental testicular trauma. Urology 2002; 59(6): 969– 972.

27. van der Grond J. Diagnosing testicular function using 31P magnetic resonance spectroscopy: a current review. Hum Reprod Update 1995; 1(3): 276– 283.

28. Jozefovicova M, Herynek V, Jiru F, Dezortova M, Juhasova J, Juhas S et al. Minipig model of Huntington’s disease: 1H magnetic resonance spectroscopy of the brain. Physiol Res 2015: in press.

29. Benova I, Skalnikova HK, Klima J, Juhas S, Motlik J. Activation of cytokine production in F1 and F2 generation of miniature pigs transgenic for N‑terminal part of mutated human huntingtin. J Neurol Neurosurg Psychiatry 2012; 83: A16.

30. Jiru F, Skoch A, Wagnerova D, Dezortova M, Hajek M. jSIPRO – analysis tool for magnetic resonance spectroscopic imaging. Comput Methods Programs Biomed 2013; 112(1): 173– 188. doi: 10.1016/ j.cmpb.2013.06.018.

31. Vanhamme L, van den Boogaart A, Van Huffel S. Improved method for accurate and efficient quantification of MRS data with use of prior knowledge. J Magn Reson 1997; 129(1): 35– 43.

32. Naressi A, Couturier C, Castang I, de Beer R, Graveron‑ Demilly D. Java‑based graphical user interface for MRUI, a software package for quantitation of in vivo/ medical magnetic resonance spectroscopy signals. Comput Biol Med 2001; 31(4): 269– 286.

33. Valkovic L, Bogner W, Gajdosik M, Povazan M, Kukurova IJ, Krssak M et al. One‑ dimensional image‑ selected in vivo spectroscopy localized phosphorus saturation transfer at 7T. Magn Reson Med 2014; 72(6): 1509– 1515. doi: 10.1002/ mrm.25058.

34. Kemp GJ, Meyerspeer M, Moser E. Absolute quantification of phosphorus metabolite concentrations in human muscle in vivo by 31P MRS: a quantitative review. NMR Biomed 2007; 20(6): 555– 565.

35. Hannan AJ, Ransome MI. Deficits in spermatogenesis but not neurogenesis are alleviated by chronic testosterone therapy in R6/ 1 Huntington‘s disease mice. J Neuroendocrinol 2012; 24(2): 341– 356. doi: 10.1111/ j.1365‑ 2826.2011.02238.x.

36. van der Grond J, Van Pelt AM, van Echteld CJ, Dijkstra G,Grootegoed JA, de Rooij DG, et al. Characterization of the testicular cell types present in the rat by in vivo 31P magnetic resonance spectroscopy. Biol Reprod 1991;45(1):122– 127.

37. Hinton BT, Setchell BP. Concentrations of glycerophosphocholine, phosphocholine and free inorganic phosphate in the luminal fluid of the rat testis and epididymis. J Reprod Fertil 1980; 58(2): 401– 406.

38. Farghali H, Williams DS, Gavaler J, Van Thiel DH. Effect of short‑term ethanol feeding on rat testes as assessed by 31P NMR spectroscopy, 1H NMR imaging, and biochemical methods. Alcohol Clin Exp Res 1991; 15(6): 1018– 1023.